浮游生物在水体中的分布不论是水平方向还是垂直方向都是有差异的，所以在采样时，要根据水体的具体情况确定采样层次。一般常规生物监测，在江河中，由于水不断流动，上下层混合较快，可不分层采样，在水面下0.5 m左右采样即可。在湖泊、水库中，如水深不超过2m，一般可仅在表层（0.5 m深处）取样，如果透明度很小，可在下层加取一样，并与表层样混合制成混合样；水深5m以内的可在水面下0.5 m, 1 m, 2 m, 3 m,4m处等量采样后混合均匀，从中取定量水样。对于透明度较大的深水水体，可按表层、透明度0.5倍处、1倍处、1.5倍处、2.5倍处、3倍处各取一水样，再将各层样品混合均匀后取一样品，作为定量样品。若需了解浮游生物垂直分布情况，不同层次分别采样后，不需混合。

1．采样方法及采样量

(1)定性样的采集

用浮游生物定性网（根据采集目的选择不同型号的网，一般可用25号网）在选定的采样点于水面和0.5 m深处以每秒20～30 cm的速度作“∞”形循回缓慢拖动，时间为5～10 min（视生物多寡而定）。较大的水体（如湖泊、水库）采样时，可把浮游生物网拴在船尾，以慢速拖拽，时间一般为10～20 min。水样采好后，将网从水中提出，待水滤去，轻轻打开集中杯的活栓，放入贴有标签的标本瓶中，以备室内分类鉴定之用。

(2）定量样的采集

采集定量样可用采水器和定量网，常用的是采水器，采集水样的量要根据浮游生物的密度和研究的需要而定。一般来说，浮游生物密度低采水量就要多。对于藻类，一般采水1～2 L；对原生动物、轮虫及未成熟的微小甲壳动物，采水1～5 L；成熟的甲壳动物则要10～50 L。

如用定量网采集定量水样，可选适当型号的网，放入距水底0.5 m处，然后垂直上拖，以0.5 m/s的均匀速度拖取，所采水样的体积可按下列公式推算出来。

水样体积=πr2H

式中：r—网口半径；

H—拖取的深度。

2．采样频次

一般常规生物监测，每年采样应不少于两次，一般在春秋两季进行，若要了解浮游生物周年的变化，则一年四季都要采样，特殊需要，则根据具体情况增加采样次数。采样要尽量在晴朗无风的天气进行。

3．样品的固定、浓缩和保存

水样采集之后，除留着进行活体观察的样品（这样的样品不应太浓，不应完全充满容器，应避免日光照射，放在背光处，可不封闭瓶口，并应在3h内镜检）外，其他定性、定量样品，都应马上加固定液固定，以免标本变质。对藻类、原生动物和轮虫可用鲁哥液（碘化钾60 g溶于200 ml蒸馏水中，加碘40 g，溶解后，加蒸馏水至1 000 ml）固定，一般1 000 ml水样加15 ml鲁哥液。对枝角类和挠足类，可用4％的福尔马林（福尔马林4 ml.甘油10 ml、水86 ml）或70％酒精固定，一般100 ml水样加4～5 ml福尔马林液。如先用福尔马林液固定48 h，再转入70％酒精中保存效果更好。

定量样品经固定后，还要进行浓缩。浓缩常用的方法是沉淀法，即将固定好的定量样品倒入沉淀器中，如无沉淀器可用烧杯或大体积（1 000 ml）分液漏斗代替，沉淀24～48 h。沉淀中途可轻轻摇动沉淀器一次，使黏在器壁上的生物脱落下沉，然后用虹吸管（橡皮管，内径3～5 mm）小心缓慢地抽掉上层清液，一般以吸完980 ml上清液需20～30 min为宜。虹吸管最好用25号筛绢扎在管口，以防止水样中的生物流失（见图9.5)。余下的20 ml左

右沉淀物摇动均匀转入30 ml容量瓶或量筒中。为减少样品损失，再用少量上清液冲洗沉淀器两次，冲洗液加到容量瓶中，最后加到30 ml。为使样品能较长时间保存，可补加1 ml4％左右的福尔马林液，贴好标签，密封保存。另外，也可将定量样品用滤纸、筛绢或滤器过滤浓缩，然后定容至30 ml。还可以通过过滤或离心的方法浓缩水样。