迁移是肿瘤细胞转移过程中必不可少的环节之一。肿瘤细胞与母体瘤分离，穿越血管壁，侵袭周边正常组织时，需要一定的运动能力。高转移的肿瘤细胞通常具有较强的运动性。多种物质可刺激肿瘤细胞的迁移，如肿瘤细胞分泌因子、生长因子、细胞外基质成分(FN,LN）以及一些癌转移靶器官的代谢产物或分泌产物等生长因子对肿瘤细胞有趋化作用，可使其发生定向运动。本节介绍两种测定细胞迁移的实验方法。

（一）细胞划痕法

本方法借鉴体外细胞致伤愈合实验模型，测定肿瘤细胞在细胞外基质上的运动特性。

【材料】

1．细胞系及其培养 肿瘤细胞及其所需培养液（RPMI 1640培养液、FBS)。

2．主要试剂 人工重构基底膜材料（Matrigel)、纤维连接蛋白（fibronectin, FN)、牛血清清蛋白（BSA)。

3．器具 96孔培养板、移液器、测微尺、显微镜。

【方法】

1．制备包被基底膜用灭菌双蒸水分别配制以下3种溶液：①lOg/L BSA;50mg/L Ma-trigel, l：8稀释液；② 10mg/L FN，以50 ul/孔分别加入96孔培养板，4℃过夜，BSA为对照基底；③水化基底膜：吸出培养板中残余液体，每孔加入50ul含10g/L BSA的无血清培养液，37℃,30分钟。

2．制备培养单层细胞将细胞密度为5x10⁵/ml的肿瘤细胞接种于包被Matrigel或FN的96孔培养板中，每组平行4个样本，用体积分数为10％胎牛血清的RPMI 1640培养液常规培养，直至形成细胞单层。

3．人工划痕在单层培养细胞上，用移液器滴头沿培养板底部呈一字形划痕，镜下记录划痕区相对距离，然后，用无血清培养液洗涤，更换含10g/L BSA和体积分数为1％胎牛血清的RPMI 1640培养液，培养24小时更换体积分数为10％胎牛血清的RPMI 1640培养液，继续培养24小时，观察并照相。

【结果】

培养24小时后在倒置显微镜下观察并测量迁移距离，测量细胞向划痕致伤区迁移的相对距离，即根据原始细胞致伤区距离计算出细胞实际迁移距离。

（二）Millicell小室测定法

多孔生物膜Millicell-PCF培养系统是近年来发展的一项实验技术，体外培养的肿瘤细胞在趋化物质的作用下可以穿过多孔生物膜，穿膜细胞经染料着色，以便于在显微镜下进行计数。该实验具有操作简便、实验周期短、定量分析容易等优点，不仅可用于研究细胞分化和细胞与基质相互作用，还可以用来筛选抗侵袭和抗移动药物。下面以黏液表皮样癌MEC-1细胞为例介绍实验方法。

【材料】

1．肿瘤细胞（人黏液表皮样癌细胞系MEC-1)及其所需培养液（RPMI 1640培养液、FBS等）。制备条件培养液的小鼠成纤维细胞系NIH3T3、无血清培养液等；

2. Millicell-PCF培养小室，装有聚碳酸醋微孔膜，孔径0.4 um，直径为12mm (24孔板）和30mm(6孔板）的培养皿；

3. 0.01mol/L PBS,3％戊二醛固定液、Giemsa染色液、棉签等。

【方法】

1．制备条件培养液取小鼠成纤维细胞系NIH3T3，接种于含10％胎牛血清的RPMI 1640培养液中，在37℃及5% CO₂,条件下培养。在细胞长势良好情况下换无血清培养液继续培养24小时，然后收集培养上清液，过滤除菌，冷冻保存备用。

2．接种肿瘤细胞将Millicell放入24孔板中，在Millicell内加入100u1 10⁵个MEC-1细胞，在Millicell外室加500 u1条件培养液，在37℃及5 % CO₂孵箱中常规培养8小时。

3．穿膜细胞染色取出Millicell, PBS洗涤，3％戊二醛固定，Giemsa染色，用棉签小心擦去微孔膜上层细胞。

4．细胞计数在倒置显微镜高倍视野（放大150倍）下，计数取景框中移至微孔膜下层的细胞。每个样本计数10个视野。